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Bradford法是在世界上常用的蛋白浓度检测方法之一Bradford法基础上（考马斯亮蓝结合显色法）改进而成。当Bradford染色液（考马斯亮蓝）和蛋白在酸性条件下结合时，最大吸光值波长立刻由465nm转移至595nm，同时颜色由褐色转为蓝色，通过测定吸光值大小并对照标准蛋白的吸光值，推算出蛋白浓度。

• 灵敏度高，检测浓度下限达到25μg/mL，最小检测蛋白量达到0.5μg，待测样品体积为1～20μL。
  
• 检测速度极快，10～20个样品只需不足10分钟即可完成。
  
• 在50～1000μg/mL浓度范围内有较好的线性关系。

• Bradford染色液含有刺激性或者腐蚀性化合物，操作时要戴乳胶手套，避免沾染皮肤，眼睛和衣服。若沾染皮肤、眼睛时，要用大量清水或者生理盐水冲洗。
  
• Bradford染色液中考马斯亮蓝易聚集成团，每次使用前请颠倒6～8次并且竖直抓住瓶口做水平划圈动作，旋转瓶中液体，帮助充分混匀，但不可以上下振荡混匀。
  
• 低温会降低Bradford染色液的敏感度，因此每次使用前应该使Bradford染色液回复到室温。仅仅将需要的Bradford染色液复温，可以减少复温时间。倒出每次需要的Bradford染色液回复到室温，将原瓶放回冰箱。
  
• 蛋白标准请在全部溶解后先混匀，再稀释成一系列不同浓度的蛋白标准。标准品曲线配制时，如果吸量不准确或者加样枪不精确会造成标准曲线相关系数减小，可根据需要使用倍比梯度稀释的方法来配制，或者使用精确度高的加样枪。
  
• 由于Bradford法在蛋白浓度增高到一定时候，颜色反应并不成比例增加，因此得到的标准曲线只是在一定范围内可以近似看成直线，每次应按照实际测得的标准曲线计算出大致精确的蛋白浓度。
  
• 需要酶标仪一台，最佳检测波长为595nm，也可以在570～610nm之间波长测定，但会降低一些敏感度；并需96孔板。如果没有酶标仪，也可以使用普通的分光光度计测定，但是测定蛋白浓度时，需根据测定吸光度的杯子的体积，按比例调整Bradford染色液和样品的体积。使用分光光度计测定蛋白浓度时，每个试剂盒可以测定的样品数量可能会显著减少。
  
• Bradford法测定蛋白浓度不受绝大部分样品中的化学物质的影响，样品中巯基乙醇的浓度可高达1M，二硫苏糖醇的浓度可高达5mM。但受略高浓度的去垢剂影响。需确保SDS低于0.125%，Triton X-100低于0.125%，Tween 20低于0.06%。可以考虑用超纯水稀释，透析/除盐，ACETONE/TCA沉淀蛋白后重溶于超纯水等方法来消除干扰物质的影响。

• 完全溶解BSA蛋白标准液(5mg/mL)，取10μL稀释至100μL，使终浓度为0.5mg/mL。
  蛋白样品在什么溶液中，标准品也宜用什么溶液稀释。但是为了简便起见，也可以用0.9% NaCl或PBS稀释标准品。
  
• 将稀释后BSA蛋白标准液(0.5mg/mL)按0、1、2、4、8、12、16、20μL分别加到96孔板中，加标准品稀释液将所有标准品补足到20μL。
  
• 加适当体积样品到96孔板的样品孔中，加标准品稀释液补足到20μL。
  
• 各孔加入200μL Bradford染色液，用加样枪轻轻吹打混匀（注意不要弄出气泡影响读数）室温放置3～5分钟。
  
• 用酶标仪测定A595，或570～610nm之间的其它波长的吸光度。
  
• 根据标准曲线计算出样品中的蛋白浓度。